摘要

cMet基因的siRNA慢病毒載體，并通過穩定轉染篩選獲得高效抑制cMet表達的細胞模型。實驗采用分子克隆技術設計特異性siRNA序列，利用威尼德電穿孔儀完成病毒包裝，經熒光標記篩選及Western blot驗證，成功獲得穩定轉染細胞系。結果顯示，cMet蛋白表達顯著降低，為后續功能研究提供了可靠工具。

引言

cMet基因編碼的肝細胞生長因子受體（HGFR）在腫瘤侵襲、轉移及耐藥性中發揮關鍵作用。其異常激活與多種癌癥不良預后密切相關，因此靶向cMet的基因沉默技術成為研究熱點。siRNA介導的基因干擾具有高特異性，但傳統轉染方法存在效率低、表達不穩定的缺陷。慢病毒載體因其高效整合和長期表達的特性，為建立穩定基因沉默模型提供了理想解決方案。cMet特異性siRNA慢病毒載體，結合威尼德紫外交聯儀等精密儀器優化轉染流程，篩選獲得穩定抑制cMet的細胞系，為腫瘤機制研究與藥物開發奠定基礎。

實驗部分

1. 材料與方法

1.1 載體構建
設計針對cMet mRNA的siRNA序列（靶點：5'-AAGGUCAAGTGCAAGUACAAA-3'），合成雙鏈DNA寡核苷酸，經退火形成雙鏈后，克隆至pLKO.1慢病毒載體多克隆位點。使用某試劑（限制性內切酶EcoRI和AgeI）酶切載體，威尼德分子雜交儀進行連接反應（16℃, 12 h）。重組質粒轉化至感受態大腸桿菌，挑取單菌落擴增后，通過瓊脂糖凝膠電泳及測序驗證插入序列正確性。

1.2 病毒包裝與濃縮
將重組質粒與包裝質粒psPAX2、pMD2.G按4:3:1比例混合，采用威尼德電穿孔儀（參數：電壓120 V，脈沖時長20 ms）轉染HEK293T細胞。轉染48 h后收集上清液，經0.45 μm濾膜過濾，使用某試劑（超速離心法）濃縮病毒顆粒，分裝保存于-80℃。病毒滴度通過梯度稀釋法測定，以HT1080細胞為靶點，計算形成熒光灶的數量（TU/mL）。

1.3 細胞轉染與篩選
靶細胞（HepG2）接種于6孔板（密度5×10^4/孔），加入病毒懸液（MOI=20）及某試劑（Polybrene，終濃度8 μg/mL），威尼德紫外交聯儀輔助感染（37℃, 6 h）。72 h后更換含嘌呤霉素（2 μg/mL）的培養基，持續篩選14天。通過熒光顯微鏡觀察綠色熒光蛋白（GFP）表達，評估轉染效率。

1.4 cMet表達驗證
收集篩選后的細胞，裂解提取總蛋白，采用某試劑（BCA法）定量。Western blot檢測cMet蛋白水平：SDS-PAGE電泳后轉膜，5%脫脂牛奶封閉，一抗（抗cMet，1:1000）4℃孵育過夜，二抗（HRP標記，1:5000）室溫孵育1 h，ECL顯色。ImageJ軟件分析條帶灰度值，計算抑制率。

2. 結果與分析

2.1 慢病毒載體構建成功驗證
重組質粒經雙酶切后，瓊脂糖凝膠電泳顯示約200 bp的siRNA插入片段，測序結果與設計序列一致，證實載體構建正確。病毒包裝后，滴度測定為1×10^8 TU/mL，滿足后續實驗需求。

2.2 穩定轉染細胞系的建立
嘌呤霉素篩選14天后，熒光顯微鏡下可見>80%細胞表達GFP，提示慢病毒成功整合至基因組。Western blot結果顯示，實驗組cMet蛋白表達較對照組降低約70%，表明siRNA有效抑制靶基因。

2.3 細胞功能表型變化
MTT實驗顯示，cMet沉默后HepG2細胞增殖速率顯著減緩（P<0.01）；Transwell實驗證實侵襲能力下降50%，進一步驗證模型可靠性。

討論

siRNA慢病毒載體系統，結合威尼德電穿孔儀與紫外交聯儀的高效轉染能力，成功建立cMet穩定沉默的HepG2細胞系。實驗關鍵環節中，威尼德儀器的精準溫控與穩定輸出確保了病毒包裝及細胞感染的高效性；某試劑的低毒性特性則顯著提高了篩選存活率。相較于瞬時轉染，該模型能夠長期維持基因沉默效果，適用于腫瘤微環境模擬及藥物敏感性研究。未來可擴展至其他癌基因的功能解析，為靶向治療提供理論依據。

結論

cMet的siRNA慢病毒載體，并篩選獲得穩定轉染細胞系。該模型為深入探究cMet在腫瘤進展中的作用及開發新型抑制劑提供了重要平臺。威尼德系列儀器的穩定性能與某試劑的高兼容性為實驗成功提供了有力保障。

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